Определение оптимальных параметров наночастиц золота для иммобилизации высокоочищенной бутирилхолинэстеразы человека Medline.ru - медико-биологический информационный портал Медлайн.ру

Определение оптимальных параметров наночастиц золота для иммобилизации высокоочищенной бутирилхолинэстеразы человека

Великородная Ю.И., Дворяшина И.А., Антонов В. А.

Федеральное государственное унитарное предприятие «Научно-исследовательский институт гигиены, токсикологии и профпатологии» Федерального медико-биологического агентства

Резюме
Цель работы - применение наночастиц золота, обладающие оптимальными параметрами, в качестве площадки для иммобилизации высокоочищенной бутирилхолинэстеразы (воБХЭ). Синтезированы и изучены возможности в качестве матрицы для иммобилизации наночастиц золота следующих форм и размерностей: наносферы 15 нм и 50 нм, а также наностержни 12×46 нм и 20×60 нм. Изучение активности полученных иммобилизованных форм высокоочищенной бутирилхолинэстеразы в опытах in vitro выявило увеличение субстратной активности конъюгатов фермента с золотыми наносферами размерностью 15,1 нм на 28% по сравнению с активностью нативного фермента. Конъюгаты воБХЭ с наночастицами золота диаметром 50 нм были менее активны, но также превышали уровень исходной формы на 8,5%. Использование в качестве матрицы для иммобилизации золотых наностержней приводило к ингибированию активности фермента.

Ключевые слова
высокоочищенная бутирилхолинэстераза, сферические наночастицы золота, золотые наностержни, активность, иммобилизованные ферменты, конъюгация.

(статья в формате PDF. Для просмотра необходим Adobe Acrobat Reader)

открыть статью в

новом окне

Список литературы

1. Дыкман Л.А., Богатырев В.А., Щеголев С.Ю., Хлебцов Н.Г. Золотые наночастицы. М.: Наука, 2008. 319 с.

2. Соколов О.И., Селиванов Н.Ю., Селиванова О.Г., Великородная Ю.И., Дыкман Л.А., Богатырев В.А., Почепцов А.Я., Филатов Б.Н. Сравнительный анализ Каталитической активности высокоочищенной бутирилхолинэстеразы человека в нативной и конъюгированной с наночастицами золота формах в опытах in vivo / Вестник Волгоградского государственного медицинского университета. 2017. Т. 64. ? 4. С. 90-95. doi: 10.19163/1994-9480-2017-4(64)-90-95.

3. Arnida, Janát-Amsbury M.M., Ray A., Peterson C.M., Ghandehari H. Geometry and surface characteristics of gold nanoparticles influence their biodistribution and uptake by macrophages / Eur. J. Pharm. Biopharm. 2011. Vol. 77, N 3. P. 417-423. doi: 10.1016/j.ejpb.2010.11.010.

4. Ding S., Cargill A.A., Medintz I.L., Claussen J.C. Increasing the activity of immobilized enzymes with nanoparticle conjugation / Curr. Opin. Biotechnol. 2015. Vol. 34. P. 242-250. doi: 10.1016/j.copbio.2015.04.005.

5. Doctor B.P., Saxena A. Bioscavengers for the protection of humans against organophosphate toxicity / Chem-Biol. Interact. 2005. Vol. 157-158. P. 167-171. DOI:10.1016/j.cbi.2005.10.024.

6. Ellman G.L., Courtney K.D., Andres V.Jr., Featherstone R.M. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholinesterase activity / Biochemical. Рharmacology. 1961. Vol. 7. Р. 88-95. doi: 10.1016/0006-2952(61)90145-9.

7. Fard J.K., Jafari S., Eghbal M.A. A Review of molecular mechanisms involved in toxicity of nanoparticles / Adv. Pharm. Bull. 2015. Vol. 5, N 4. P. 447-454. doi: 10.15171/apb.2015.061.

8. Gaydess A., Duysen E., Li Y., Gilman V., Kabanov A., Lockridge O., Bronich T. Visualization of exogenous delivery of nanoformulated butyrylcholinesterase to the central nervous system / Chem. Biol. Interact. 2010. Vol. 187. P. 295-298. doi: 10.1016/j.cbi.2010.01.005.

9. Hester K., Liu J., Flynn N., Sultatos L.G., Geng L., Brimijoin S., Ramsey J.D., Hartson S., Ranjan A., Pope C. Polyionic complexes of butyrylcholinesterase and poly-l-lysine-g-poly(ethylene glycol): comparative kinetics of catalysis and inhibition and in vitro inactivation by proteases and heat / Chem. Biol. Interact. 2017. Vol. 275. P. 86-94. doi: 10.1016/j.cbi.2017.07.019.

10. Jana N.R., Gearheart L., Murphy C.J. Wet chemical synthesis of high aspect ratio cylindrical gold nanorods / J. Phys. Chem. B. 2001. Vol. 105, N 19. P. 4065-4067. doi.org/10.1021/jp0107964.

11. Longmire M.R., Ogawa M., Choyke P.L., Kobayashi H. Biologically optimized nanosized molecules and particles: more than just size / Bioconjugate Chem. 2011. Vol. 22. N 6. P. 993-1000. doi: 10.1021/bc200111p.

12. Nelson J.M., Griffin E.G. Adsorption of Invertase / J. Am. Chem. Soc. 1916.Vol. 38. P. 1109-1115. doi: org/10.1021/ja02262a018.

13. Pissuwan D., Niidome T., Cortie M.B. The forthcoming applications of gold nanoparticles in drug and gene delivery systems / J. Control Release. 2011. Vol. 149. P. 65-71. doi: 10.1016/j.jconrel.2009.12.006.

14. Pope C., Uchea C., Flynn N., Poindexter K., Geng L., Brimijoin W.S., Hartson S., Ranjan A., Ramsey J.D., Liu J. In vitro characterization of cationic copolymercomplexed recombinant human butyrylcholinesterase / Biochem. Pharmacol. 2015. Vol. 98. P. 531-539. doi. org/10.1016/j.bcp.2015.10.005.

15. Rahhal T.B., Fromen C.A., Wilson E.M., Kai M.P., Shen T.W., Luft J.C., DeSimone J.M. Pulmonary delivery of butyrylcholinesterase as a model protein to the lung / Mol. Pharmacol. 2016. Vol. 13. P. 1626-1635. doi: 10.1021/acs.molpharmaceut.6b00066.

16. Waiskopf N., Shweky I., Lieberman I., Banin U., Soreq H. Quantum dot labeling of butyrylcholinesterase maintains substrate and inhibitor interactions and cell adherence features / ACS Chem. Neurosci. 2011. Vol. 2. P. 141-150. doi: 10.1021/cn1000827.

17. Wu C-L., Chen Y-P., Yang J-C., Lo H-F., Long L-L. Characterization of lysine-tagged Bacillus stearothermophilus leucine aminopeptidase II immobilized onto carboxylated gold nanoparticles / J. Mol. Catal. B: Enzym. 2008. Vol. 54. Р. 83-89. doi: 10.1016/j.molcatb.2007.12.024.

18. Zhang P., Jain P., Tsao C., Sinclair A., Sun F., Hung H.C., Bai T., Wu K., Jiang S. Butyrylcholinesterase nanocapsule as a long circulating bioscavenger with reduced immune response / J. Control. Release. 2016. Vol. 230. P. 73-78. doi: 10.1016/j.jconrel.2016.06.040.