Ядерная регуляция биогенеза митохондриальной ДНК в клетках печени при рентгеновском облучении мышей Medline.ru - медико-биологический информационный портал Медлайн.ру

Ядерная регуляция биогенеза митохондриальной ДНК в клетках печени при рентгеновском облучении мышей

Губина Н.Е.*, Евдокимовский Э.В., Ушакова Т.Е.

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки
Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН

Резюме
Считается, что митохондрии произошли от симбиотических организмов, внедрившихся в эукариотическую клетку миллиарды лет назад. В ходе эволюции большая часть митохондриальных генов, в том числе все гены, ответственные за регуляцию процессов транскрипции и репликации митохондриальной ДНК (мтДНК), были перенесены в ядро. В настоящее время развиваются представления о роли отдельных ядерных генов в регуляции биогенеза мтДНК, однако неизвестно, как вся система регуляции реагирует на окислительный стресс и, в частности, на рентгеновское облучение. Мы выделили из многокомпонентой системы регуляции одну каскадную цепь, состоящую из факторов, воспринимающих внешний сигнал (коактиватор PGC-1α, корепрессор RIP140), ядерного респираторного фактора (NRF2) и факторов, непосредственно участвующих в процессах транскрипции и репликации мтДНК (Polrmt, Tfam, Tfb2m). В настоящей работе методом ПЦР в реальном времени измерено количество транскриптов указанных ядерных факторов в клетках печени в разные сроки после рентгеновского облучения мышей в дозе 10Гр. Обнаружено, что кинетика изменения транскриптов Tfb2m и Polrmt коррелирует с угнетением митохондриальной транскрипции, кинетика изменения уровня транскриптов TFAM, NRF2, PGC-1α и RIP140 – с инициацией репликации мтДНК. Различие в динамике экспрессии генов Polrmt, Tfb2m и Tfam, NRF2, PGC-1α свидетельствует о возможности дифференциальной регуляции транскрипции и репликации мтДНК в условиях окислительного стресса в клетках печени мышей. Возможно, ядерная регуляция функционирования митохондриального генома в радиорезистентных клетках в условиях облучения является частью защитного механизма, направленного на уменьшение вероятности синтеза дефектных белков и обновление пула мтДНК.

Ключевые слова
мтДНК, мтРНК, регуляция экспрессии генов, рентгеновское облучение, печень, мыши

(статья в формате PDF. Для просмотра необходим Adobe Acrobat Reader)

открыть статью в

новом окне

Список литературы

1. Lang B.F., Gray M.W., Burger G. Mitochondrial genome evolution and the origin of eukaryotes. Annu Rev Genet 1999, 33:351–397.

2. Martin W., Herrmann R.G. Gene transfer from organelles to the nucleus: how much, what happens, and why? Plant Physiol 1998, 118:9-17.

3. Bibb M.J., Van Etten R.A., Wright C.T., Walberg M.W, Clayton D.A. Sequence and gene organization of mouse mitochondrial DNA. Cell 1981, 26:167-180.

4. Bogenhagen D.F. Biochemical isolation of mtDNA nucleoids from animal cells. Methods Mol Biol 2009, 554:3-14.

5. Wallace D.C. A mitochondrial paradigm of metabolic and degenerative diseases, aging and cancer. Annu Rev Genet 2005, 39:259-407.

6. Schleicher E., Friess U. Oxidative stress, AGE, and atherosclerosis. Kidney Int Suppl 2007, 106:17-26.

7. Scarpulla R.C. Transcriptional paradigms in mammalian mitochondrial biogenesis and function. Physiol Rev 2008, 88:611–638.

8. Gleyzer N., Vercauteren K., Scarpulla R.C. Control of Mitochondrial Transcription Specificity Factors (TFB1M and TFB2M) by Nuclear Respiratory Factors (NRF-1 and NRF-2) and PGC-1 Family Coactivators. Mol Cell Biol 2005, 25:1354–1366.

9. Virbasius J.V., Scarpulla R.C. Activation of the human mitochondrial transcription factor A gene by nuclear respiratory factors: A potential regulatory link between nuclear and mitochondrial gene expression in organelle biogenesis. Proc Natl Acad Sci USA 1994, 91:1309-1313.

10. Ongwijitwat S., Wong-Riley M.T. Is nuclear respiratory factor 2 a master transcriptional coordinator for all ten nuclear-encoded cytochrome c oxidase subunits in neurons? Gene 2005, 360:65-77.

11. Scarpulla R.C. Nuclear control of respiratory gene expression in mammalian cells. J. Cell Biochem 2006, 97:673-683.

12. Mootha V.K., Handschin C., Arlow D., Xie X., St. Pierre J., Sihag S., Yang W., Altshuler D., Puigserver P., Patterson N., Willy P.J., Schulman I.G., Heyman R.A., Lander E.S., Spiegelman B.M. Erralpha and Gabpa/b specify PGC 1alphadependent oxidative phosphorylation gene expression that is altered in diabetic muscle. Proc Natl Acad Sci USA 2004, 101:6570-6575.

13. Puigserver P., Wu Z., Park C.W., Graves R., Wright M., Spiegelman B.M. A coldinducible coactivator of nuclear receptors linked to adaptive thermogenesis. Cell 1998, 92:829-39.

14. Handschin C., Lin J., Rhee J., Peyer A.K., Chin S., Wu P.H., Meyer U.A., Spiegelman B.M. Nutritional regulation of hepatic heme biosynthesis and porphyria through PGC-1alpha. Cell 2005, 122:505-515.

15. Baar K., Wende A.R., Jones T.E., Marison M., Nolte L.A., Chen M., Kelly D.P., Holloszy J.O. Adaptations of skeletal muscle to exercise: rapid increase in the transcriptional coactivator PGC-1. Faseb J 2002, 16:1879-1886.

16. Lin J., Wu H., Tarr P.T., Zhang C.Y., Wu Z., Boss O., Michael L.F., Puigserver P., Isotani E., Olson, E.N. Transcriptional co-activator PGC-1 alpha drives the formation of slowtwitch muscle fibres. Nature 2002, 418:797–801.

17. Liu C., Li S., Liu T., Borjigin J., Lin, J.D. Transcriptional coactivator PGC-1alpha integrates the mammalian clock and energy metabolism. Nature 2007, 447:477-481.

18. Cavailles V., Dauvois S., LHorset F., Lopez G., Hoare S., Kushner P.J., Parker M.G. Nuclear factor RIP140 modulates transcriptional activation by the estrogen receptor. EMBO J 1995, 14:3741–3751.

19. Leonardsson G., Steel J.H., Christian M., Pocock V., Milligan S., Bell J., So P.W., Medina-Gomez G., Vidal-Puig A., White R., Parker M.G. Nuclear receptor corepressor RIP140 regulates fat accumulation. Proc Natl Acad Sci USA 2004, 101:8437-8442.

20. Seth A., Steel J.H., Nichol D., Pocock V., Kumaran M.K., Fritah A., Mobberley M., Ryder T.A., Rowlerson A., Scott J., Poutanen M., White R., and Parker M. The Transcriptional Corepressor RIP140 Regulates Oxidative Metabolism in Skeletal Muscle. Cell Metab 2007, 6: 236–245.

21. Christian M., Kiskinis E., Debevec D., Leonardsson G., White R., Parker M.G. RIP140-targeted repression of gene expression in adipocytes. Mol Cell Biol 2005, 25:9383–9391.

22. Lin J.D. Minireview: The PGC-1 coactivator networks: chromatin-remodeling andmitochondrial energy metabolism. Mol Endocrinol 2009, 23:2-10.

23. Tiranti V., Savoia A., Forti F., Dapolito M.F., Centra M., Rocchi M., Zeviani M. Identification of the gene encoding the human mitochondrial RNA polymerase (h-mtRPOL) by cyberscreening of the expressed sequence tags database. Hum Mol Genet 1997, 6:615–625.

24. Fisher R.P., Clayton, D.A. Purification and characterization of human mitochondrial transcription factor 1. Mol Cell Biol 1988, 8:3496–3509.

25. Falkenberg M., Gaspari M., Rantanen A., Trifunovic A. Mitochondrial transcription factors B1 and B2 activate transcription of human mtDNA. Nat Genet 2002, 31:289–294.

26. Martinez-Azorin F. The mitochondrial ribomotor hypothesis. IUBMB Life 2005, 57:27-30.

27. Chomczynski P., Sacchi N. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinum thiocyanate-phenol-chloroform extraction. Anal Biochem 1987, 162:156–159.

28. Vandesompele J., Kubista M., Pfaffl M.V. Reference gene validation software for improved normalization. In: Logan J., Edwards K., Saunders N.; editors. Real-Time PCR: current technology and applications. London: Caister Academic Press; 2009. p. 47-64.

29. Губина Н.Е., Мерекина О.С., Ушакова Т.Е. Исследование транскрипции митохондриальной ДНК в клетках печени, скелетной мышцы и головного мозга после рентгеновского облучения мышей в дозе 10Гр. Биохимия 2010, 75:878-886.

30. Губина Н.Е., Евдокимовский Э.В., Ушакова Т.Е. Функционирование генетического аппарата митохондрий в клетках селезенки мышей в условиях индуцированного радиацией апоптоза. Молекулярная биология 2010, 44:1027-1035.

31. Litonin D., Sologub M., Shi Y., Savkina M., Anikin M., Falkenberg M., Gustafsson C.M., Temiakov D. Human mitochondrial transcription revisited: only TFAM and TFB2M are required for transcription of the mitochondrial genes in vitro. J Biol Chem 2010, 285:18129-18133.

32. Ярмоненко С.П., Вайнсон А.А. Радиобиология человека и животных. Москва: Высшая школа, 2004.

33. Lee D.Y., Clayton D.A. Properties of a primer RNA-DNA hybrid at the mouse mitochondrial DNA leading-strand origin of replication. J Biol Chem 1996, 271:24262–24269.

34. Shutt T.E., Lodeiro M.F., Cotney J., Cameron C.E., Shadel G.S. Core human mitochondrial transcription apparatus is a regulated two-component system in vitro. Proc Natl Acad Sci USA 2010, 107;12133-12138.

35. Cotney J., Wang Z., Shadel G.S. Relative abundance of the human mitochondrial transcription system and distinct roles for h-mtTFB1 and h-mtTFB2 in mitochondrial biogenesis and gene expression. Nuc Acids Res 2007, 35:4042-4054.

36. Alam T.I., Kanki T., Muta T., Ukaji K., Abe Y., Nakayama H., Takio K., Hamasaki N., Kang D. Human mitochondrial DNA is packaged with TFAM. Nuc Acids Res 2003, 31:1640-1645.

37. Suliman H.B., Carraway M.S., Welty-Wolf K.E., Whorton A.R., Piantadosi C.A. Lipopolysaccharide stimulates mitochondrial biogenesis via activation of nuclear respiratory factor-1. J Biol Chem 2003, 278:41510–41518.

38. Suliman H.B., Welty-Wolf K.E., Carraway M.S., Tatro L, Piantadosi C.A. Lipopolysaccharide induces oxidative cardiac mitochondrial damage and biogenesis. Cardiovasc Res 2004, 64:279-288.